--

17 (2) 2022

Nuôi cấy ex vivo tế bào T CD4+ và T CD8+ phân lập từ tế bào đơn nhân máu ngoại vi người


Tác giả - Nơi làm việc:
Phùng Thị Việt Anh - Trung tâm Công nghệ sinh học Thành phố Hồ Chí Minh , Việt Nam
Võ Nguyễn Thanh Thảo - Trung tâm Công nghệ sinh học Thành phố Hồ Chí Minh , Việt Nam
Nguyễn Đăng Quân - Trung tâm Công nghệ sinh học Thành phố Hồ Chí Minh , Việt Nam
Tác giả liên hệ, Email: Nguyễn Đăng Quân - ndquan.snn@tphcm.gov.vn
Ngày nộp: 30-12-2021
Ngày duyệt đăng: 08-02-2022
Ngày xuất bản: 16-09-2022

Tóm tắt
Miễn dịch trị liệu hiện đang là phương pháp hấp dẫn trong điều trị bệnh ung thư. Các tế bào miễn dịch được phân lập, kích hoạt, tăng sinh ex vivo, và can thiệp về chức năng để sau đó truyền trở lại người bệnh. Ở nghiên cứu này, chúng tôi phân lập tế bào T CD4+ và T CD8+ từ tế bào đơn nhân máu ngoại vi người (PBMC), kích hoạt và nuôi cấy ex vivo hai quần thể tế bào này trong điều kiện sử dụng hạt từ phủ kháng thể CD3/CD28 ở tỉ lệ 01 hạt từ: 01 tế bào, bổ sung 30 U/mL IL-2 trong môi trường nuôi cấy. Số lượng tế bào được kiểm tra mỗi ngày bằng thuốc nhuộm Trypan Blue, tỉ lệ quần thể tế bào CD3+CD4+ và CD3+CD8+ được kiểm tra bằng phương pháp phân tích tế bào theo dòng chảy flow cytometry. Kết quả sau 10 ngày nuôi cho thấy, quần thể tế bào T CD4+ có sự tăng mạnh số lượng tế bào, tăng hơn 30 lần so với ngày đầu, đạt 6.5 x 107 tế bào. Đối với tế bào T CD8+ cũng ghi nhận có sự tăng nhưng không đáng kể số lượng tế bào sau 10 ngày nuôi, đạt 3 x 106 tế bào. Kết quả flow cytometry cho thấy quần thể tế bào T CD4+ vẫn duy trì được tỉ lệ CD3+/CD4+ hơn 90% ở ngày quan sát thứ 04, trong khi đó, quần thể T CD8+ có sự tăng số tế bào tuy nhiên tỉ lệ CD3+/CD8+ chỉ đạt hơn 40% trong quần thể. Như vậy, nhóm nghiên cứu đã có thể phân lập và nuôi cấy thành công ex vivo tế bào T CD4+ và T CD8+.

Từ khóa
CD4+; CD8+; ex vivo; liệu pháp miễn dịch; tế bào đơn nhân máu ngoại vi

Toàn văn:
PDF

Trích dẫn:

Phung, A. T. V., Vo, T. N. T., & Nguyen, Q. D. (2022). Nuôi cấy ex vivo tế bào T CD4+ và T CD8+ phân lập từ tế bào đơn nhân máu ngoại vi người [Ex vivo expanation T CD4+ and T CD8+ isolated from human peripheral blood mononuclear cells]. Tạp chí Khoa học Đại học Mở Thành phố Hồ Chí Minh – Kỹ thuật và Công nghệ, 17(2), 59-67. doi:10.46223/HCMCOUJS.tech.vi.17.2.2133.2022


Tài liệu tham khảo

Fesnak, A. D., June, C. H., & Levine, B. L. (2016). Engineered T cells: The promise and challenges of cancer immunotherapy. Nature Reviews Cancer, 16(9), 566-581. doi:10.1038/NRC.2016.97


Ghaffari, S., Torabi-Rahvar, M., Aghayan, S., Jabbarpour, Z., Moradzadeh, K., Omidkhoda, A., & Ahmadbeigi, N. (2021). Optimizing interleukin-2 concentration, seeding density and bead-to-cell ratio of T-cell expansion for adoptive immunotherapy. BMC Immunology, 22(1), 1-9.


Hokayem, J. El, Cukier, H. N., & Dykxhoorn, D. M. (2016). Blood derived Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs): Benefits, challenges and the road ahead. Journal of Alzheimer’s Disease & Parkinsonism, 6(5), 1-6. doi:10.4172/2161-0460.1000275


Janeway, C. A., Travers, P., Jr., Walport, M., & Shlomchik, M. J. (2001). Immunobiology (5th ed.). New York, NY: Garland Science.


Kleiveland, C. R. (2015). Peripheral blood mononuclear cells. In K. Verhoeckx, P. Cotter, I. López-Expósito, C. Kleiveland, T. Lea, A. Mackie, … H. Wichers (Eds.), The impact of food bioactives on health (pp. 161-167). Berlin/Heidelberg, Germany: Springer.


Levine, B. L., Cotte, J., Small, C. C., Carroll, R. G., Riley, J. L., Bernstein, W. B., … June, C. H. (1998). Large-scale production of CD4+ T cells from HIV-1-infected donors after CD3/CD28 costimulation. Journal of Hematotherapy, 7(5), 437-448. doi:10.1089/SCD.1.1998.7.437


Ma, Q., Wang, Y., Lo, A. S. Y., Gomes, E. M., & Junghans, R. P. (2010). Cell density plays a critical role in Ex Vivo expansion of T Cells for adoptive immunotherapy. Journal of Biomedicine and Biotechnology, (2010), 1-13. doi:10.1155/2010/386545


Martkamchan, S., Onlamoon, N., Wang, S., Pattanapanyasat, K., & Ammaranond, P. (2016). The effects of Anti-CD3/CD28 coated beads and IL-2 on expanded T cell for immunotherapy. Advances in Clinical and Experimental Medicine: Official Organ Wroclaw Medical University, 25(5), 821-828. doi:10.17219/ACEM/35771


Onlamoon, N., Boonchan, M., Unpol, P., Khunweeraphong, N., Sukapirom, K., Ammaranond, P., & Pattanapanyasat, K. (2013). Influence of cell isolation method on the optimization of CD4+ T cell expansion using anti-CD3/CD28 coated beads. Asian Pacific Journal of Allergy and Immunology, 31(2), 99-105. doi:10.12932/AP0222.31.2.2013


Rohaan, M. W., Wilgenhof, S., & Haanen, J. B. A. G. (2019). Adoptive cellular therapies: The current landscape. Virchows Archiv: An International Journal of Pathology, 474(4), 449-461. doi:10.1007/S00428-018-2484-0


Ross, S. H., & Cantrell, D. A. (2018). Signaling and function of Interleukin-2 in T lymphocytes. Annual Review of Immunology, 36 411-433. doi:10.1146/ANNUREV-IMMUNOL-042617-053352


Shi, Y., Wu, W., Wan, T., Liu, Y., Peng, G., Chen, Z., & Zhu, H. (2013). Impact of polyclonal anti-CD3/CD28-coated magnetic bead expansion methods on T cell proliferation, differentiation and function. International Immunopharmacology, 15(1), 129-137. doi:10.1016/J.INTIMP.2012.10.023


Trickett, A. E., Kwan, Y. L., Cameron, B., & Dwyer, J. M. (2002). Ex vivo expansion of functional T lymphocytes from HIV-infected individuals. Journal of Immunological Methods, 262(1/2), 71-83. doi:10.1016/S0022-1759(02)00018-2


Zhang, Z., Qiu, S., Zhang, X., & Chen, W. (2018). Optimized DNA electroporation for primary human T cell engineering. BMC Biotechnology, 18(1), 1-9. doi:10.1186/S12896-018-0419-0/FIGURES/5



DOI: https://doi.org/10.46223/HCMCOUJS.tech.vi.17.2.2133.2022
Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.